¿Se pueden sacar analíticas sanguíneas de vías periféricas, son los resultados comparables?

Son varios los estudios, especialmente en el campo de la pediatría y urgencias, que apoyan la extracción seriada de analíticas sanguíneas desde vías periféricas. Sin embargo, los gases venosos, glucosa y niveles de farmacocinética (si el fármaco en cuestión se ha administrado por esa vía) se deben interpretar con precaución, ya que si existe evidencia de obtenerse valores diferentes a los obtenidos por punción venosa. Existen varios artículos que comparan los resultados del K en punción venosa VS vía periférica y a excepción de uno, apuntan a que es seguro el uso de la vía periférica, un artículo del 1998 indica lo contrario. En general recomiendan descartar entre 2 y 5 ml de la vía periférica antes de la extracción de las muestras.

¿Que opinaís al respecto?

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4965683/
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20566616
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24578539
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22766144
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20566616
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9805118
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17099189

¿Debemos cambiar periódicamente el equipo de gotero de la fluidoterapia? ¿Debemos cambiar el equipo de gotero cada vez que administramos medicación intermitente? Estas son las preguntas que nos realiza el preCliquero Borja Capor, y que más de uno nos hacemos diariamente.

Así que ¡al lío!

Esta pregunta fue contestada por Preevid en el año 2015 (http://bit.ly/2iQrqbY). Nosotros hemos puesto nuestro granito de arena consultando la actualización del 2016 del documento “Standards for infusion therapy” de la Royal College of Nursing ( http://bit.ly/2hvFrLM ).

En general, podemos decir que:
-En infusiones continuas, que no sean lípidos o hemoderivados, los equipos de infusión pueden permanecer hasta un máximo de 96h, a menos que el fabricante indique lo contrario, se desconecten o la integridad del producto o del sistema se haya visto comprometida.
-En la administración de sangre y hemoderivados deben cambiarse al menos cada 12 horas, o cuando la transfusión está completa.
-Respecto a la administración de medicación intermitente, los equipos de administración deben cambiarse cada 24 horas si permanecen conectados a un dispositivo o descartarse después de cada uso si se desconectan.

Aunque hemos realizado una búsqueda más amplia, no hemos encontrado evidencia sobre si se puede utilizar el mismo equipo de gotero para administrar varias medicaciones.
¡Muchísimas gracias Borja Capor por tu pregunta!

Administra esta heparina a nivel subcutáneo. Fácil, ¿no? ¿Te surge alguna duda a partir de esta técnica? Pues como sabéis, los efectos secundarios más habituales son el dolor durante la administración y la aparición de equimosis en la zona poco tiempo después ¿influirá la velocidad de administración en la aparición de estos efectos?

En la Biblioteca Cochrane puedes encontrar una revisión sistemática sobre este aspecto que ha sido recientemente actualizada: http://bit.ly/heparina_equimosis

Como veréis, la evidencia aún es limitada como para contestar con rotundidad, pero parece apuntar hacia que una inyección lenta (30'') podría disminuir la intensidad del dolor medido 48 horas después. Con respecto a la equimosis no se han encontrado diferencias.

Aún cuando la evidencia científica no es sólida, desde PreClic consideramos apropiada la recomendación de realizar la inyección lenta.

Ahora que se está poniendo de moda en restauración el "slow food" ¿qué tal si ponemos también de moda el #SlowNursing cuando sea apropiado?

¡Feliz puente!

¡Buenos días y feliz comienzo de semana!

Esta semana lanzamos una encuesta previa a la resolución de la pregunta semanal:

¿Qué fluido seleccionas para rellenar el balón de una sonda vesical?

Contesta en twitter: http://bit.ly/vesical_twitter

o en facebook: http://bit.ly/vesical_facebook

No te pierdas el próximo jueves por la tarde la mejor evidencia disponible sobre este aspecto.

Lo prometido es deuda. Por eso aquí está la entrada que pretende arrojar luz sobre este interesante tema (a juzgar por el engagement en twitter). Ha sido una sorpresa para nosotros que haya generado tantos “me gusta” y retuits.

**La evidencia científica

Vamos a empezar por la parte “más dura”: la evidencia científica hallada.

Si miráis en las imágenes que adjuntamos a esta entrada, encontraréis una tabla resumen con los artículos que hay publicados. No es gran cosa, lo sabemos. Son solo cuatro. Pero son los que hay.

Hemos rastreado Medline/PubMed, Embase (con pocas esperanzas), CINAHL, Cuiden y Epistemonikos.

Vamos a desgranar un poco los estudios (bastante parecidos entre sí en cuanto al diseño):

-Todos son ensayos clínicos controlados, pues al menos hay dos grupos con diferentes líquidos (o aire) para verificar.

-También en todos el contexto es de laboratorio (in vitro), ya que emulan la orina con un líquido de similar composición, pH, temperatura de 37º…

-Dos de ellos declaran haber cegado a los investigadores, aspecto importante de calidad metodológica (1,3).

-El último de los incluidos (4) está publicado en una revista canadiense de veterinaria, pero nos ha parecido igualmente interesante contemplarlo porque las sondas son muy similares (de calibre pequeño).

-El más potente en base al número de sondas estudiadas es el de Hui (1), con nada menos que 4000 sondas de látex 14 Fr rellenadas con 10 ml de suero fisiológico o de agua destilada (según el grupo).

-Por último, todos concluyen que no hay diferencias en los diferentes líquidos testados (SF, agua destilada, solución de glicerina 1,5 %) en lo que respecta a obstrucciones, incapacidad para desinflar o roturas de balón. En el que usan aire como control (4) concluyen que éste no es aceptable (no mantiene el volumen a lo largo del seguimiento, 10 días).

Revisad la tabla para ver todos los detalles.

Podríamos quedarnos aquí. Esta es la evidencia hallada. Sin embargo, nos ha parecido que la ocasión merece ir un poco más allá.

**Lo que dice el fabricante

En PreClic somos muy fans de las instrucciones de los fabricantes porque pensamos que quién mejor que el fabricante para decirte cómo usar su producto en condiciones de seguridad. Pues bien, la sonda vesical que hemos fotografiado esta mañana incluía una jeringa que el fabricante proporciona en el paquete.

¿Y cuál era el líquido que contenía esa jeringa?

Nuestro amigo @uciero ha tenido la amabilidad de facilitarnos las imágenes que estábamos buscando (que adjuntamos): el paquete de la sonda con el detalle del contenido de la jeringa. ¡Muchas gracias Isidro!

¿Y qué era? Efectivamente, la opción menos votada de la encuesta (solamente 3 personas de 306 la escogieron). Solución acuosa de glicerina al 10 %.

**El sustento teórico

¿Es posible que se cristalice el cloruro sódico de la solución que usamos con más frecuencia? Es decir, el fisológico al 0,9 %.

Veamos. La solubilidad del cloruro sódico en agua a 37º es de 36 gramos por cada 100 ml (5). Esta cantidad es 40 veces más que la que hay en el suero fisiológico (donde hay 0,9 gramos por cada 100 ml de agua).

Entonces la probabilidad de que se formen cristales es notablemente baja. Este aspecto podéis verificarlo en un manual de química o en la misma Wikipedia (https://es.wikipedia.org/wiki/Cloruro_de_sodio)..

**Para terminar

Nuestra pretensión es facilitar información resumida. La ciencia trata sobre la reducción de incertidumbres (no ofrece nunca verdades absolutas).

Nuestra pretensión NO es decir que los balones de las sondas vesicales no se obstruyen. Ni mucho menos. Si tenéis más curiosidad, y accedéis a los estudios referenciados, veréis que sí. Que se obstruyen. Pero en un porcentaje similar en todos los grupos (con lo que no podemos atribuir la obstrucción al líquido del balón).

Nuestra pretensión, finalmente, es compartir información para tomar mejores decisiones (no para que estéis de acuerdo con nosotros).
A partir de aquí, estamos abiertos a la discusión (intelectual, por supuesto).

**Referencias
1. Hui J, NG CF, Chan LW, Chan P. Can normal saline be used to fill the balloon of a Foley catheter? The experience of a prospective randomized study in China. International Journal of Urology. 2004;11(10):845-847.
2. Garzón Mondejar M, Araoz Fernández G. Suero fisiológico o agua destilada en el globo de la sonda vesical. Enfuro. 2009;110:21-2.
3. Huang J, Ooi J, Lawrentschuk N, Chan S, Travis D, Wong L. Urinary catheter balloons should only be filled with water: testing the myth. BJU International. 2009;104(11):1693-1695.
4. Sharpe S, Mann F, Wiedmeyer C, Wagner-Mann C, Thomovsky E. Optimal filling solution for silicone Foley catheter balloons. Can Vet J. 2011;1(52):1111-4.
5. Emami Zeydi A, Darvishi Khezri H. Do not use normal saline to fill the balloon of a Foley catheter: is it a myth?. International Journal of Urological Nursing. 2013;7(3):170-171.

Esta semana toca repasar otra cuestión de cristalización. La duda surgió cuando en twitter comentábamos sobre la mejor manera de administrar la heparina subcutánea. Nosotros, en base a la evidencia hallada, proponíamos el concepto de #SlowNursing aplicado a la velocidad con la que “empujar el émbolo”.



Pues bien, @antonReina decía que para el Bencetazil© (bencilpenicilina benzatina) siempre le habían dicho que “rápido por si cristaliza”.



El compañero @julietheredia matizaba lo dicho por Anton añadiendo “sí cristaliza, y ponerlo despacio es un asesinato, ni rápido ni lento inyectando sin parar solo para, aspirar”.



Llegados a este punto, parece que estamos ante otro caso de “mito enfermero” ¿cristaliza el benzetacil una vez reconstituido? ¿Depende del tiempo que pase hasta que se administre? ¿Hay que ponerlo rápido, lento, continuo, parar solo para aspirar?



Vamos a ello.



**La evidencia científica



En esta ocasión no esperábamos encontrar gran cosa en las bases de datos científicas. Tanto es así, que con respecto a cristalización y bencilpenicilina benzatina no hemos hallado nada. Sí es cierto que hay algunas publicaciones donde prueban a utilizar otros diluyentes (diclofenaco, mepivacaína…). Pero ese no era el foco de esta pregunta.



También pensamos que podíamos encontrar algo relevante en Stabilis (http://www.stabilis.org), un recurso que nos gusta mucho y recientemente @PauMatalap compartió en su blog. No tuvimos mucha suerte tampoco. Encontramos preparados de penicilinas similares, pero no exactamente la de Benzetacil. Lo que observamos es que el tiempo de estabilidad de las disoluciones va desde 3 horas hasta varios días (dependiendo de aspectos como el solvente).



Os dejamos un ejemplo por si nunca habéis visto qué pinta tiene Stabilis (http://bit.ly/2BwvDgb).



Pero esto no era suficiente. No habíamos encontrado la respuesta.



**Lo que dice el fabricante



Pensamos que era posible encontrar la ficha técnica (o al menos el prospecto) en la web de la AEMPS. Pero no. Los datos sobre esta especialidad farmacéutica son muy escasos en la web de CIMA-AEMPS (como podéis ver en la captura no están los enlaces a prospecto y ficha técnica). El dato que sí encontramos era clave: el laboratorio titular.



Nos pusimos en contacto con el laboratorio Reig Jofré que de manera rapidísima nos contestó a la pregunta. Desde aquí queremos mostrar públicamente nuestro sincero agradecimiento.



Qué nos contaron. Veamos. Nos proporcionaron la ficha técnica (http://bit.ly/2CTFI33) (que no es española pero se refiere a este mismo fármaco y es de la que dispone el laboratorio) y el prospecto (http://bit.ly/2BX2BWz).



De ahí extractamos la parte de las normas de correcta administración:



“En relación a las normas para la correcta administración, la suspensión debe ser administrada antes de 24 horas después de su reconstitución, agitando enérgicamente el frasco ámpula antes de aspirar la dosis.



Se debe administrar por inyección intramuscular profunda en el cuadrante superior externo del glúteo, utilizando aguja número 18 a 20, de 1 ½ pulgadas de longitud.



Se debe proceder con cuidado para evitar la administración intravenosa o intraarterial. Antes de inyectar la dosis, se debe aspirar para asegurar que el bisel de la aguja no esté dentro del vaso sanguíneo.



La inyección debe aplicarse a una velocidad lenta y constante, debido a la alta concentración de material suspendido y por la posibilidad de obstrucción de la aguja”.



Y esto es lo que dice el fabricante.



**Para terminar



En base a la información que hemos hallado, parece que no existe tal cristalización en este preparado. Sí mencionan, específicamente, la posibilidad de obstrucción (de ahí el calibre recomendado y la velocidad continua de administración).



Como siempre, no queremos convencer a nadie para que piense como nosotros. Nuestra máxima es intentar reducir, en lo posible, las incertidumbres de la práctica clínica diaria.

¿Se puede administrar el Diazepam IV en perfusión contínua? Esta pregunta se la hacía nuestra compañera preCliquera María, ya que había oído que la concentración del fármaco podía disminuir si se administraba en envases de plástico.

Pues bien, ya sabéis que en preClic si tenemos dudas sobre un fármaco, a la AEMPS que consultamos :)

La ficha técnica del fármaco (http://bit.ly/2C7E8eI) nos dice lo siguiente:

*¿Se puede administrar en perfusión continua? *

- Sí está indicado ese tipo de administración en estados epilépticos, tétanos, preeclampsia y eclampsia.
- En el resto de indicaciones se suele indicar la administración puntual repetible.
- Es compatible con SF, dextrosa 5,5% y dextrosa 10%. No debe mezclarse con otros fármacos.

*¿Tenemos que tener alguna precaución si lo administramos en perfusión continua?*

Pues bien, aquí llega el “pero”. Según la ficha técnica, este fármaco NO debe administrarse en bolsas y equipos de perfusión que contengan PVC, ya que puede ser adsorbido por éstos (atraído y retenido en su superficie), produciendo una disminución de la concentración de diazepam en un 50% o más. Especialmente cuando:
- Las bolsas de perfusión preparadas se almacenan durante 24 horas o más en condiciones ambientales cálidas
- Cuando se usan tubos largos de perfusión
- Bajas velocidades de perfusión.

Así que hemos ido un paso más allá y hemos buscado la composición de los envases más comunes de fluidoterapia. Por lo que hemos visto en sus correspondientes fichas técnicas, la composición de los frascos suele ser de polietileno o poliproplieno, aunque algunos sí que contienen PVC. Ante la duda, siempre podemos usar una solución en frasco de cristal.

También hemos buscado la composición de diferentes sistemas de perfusión y en este punto la cosa se complica, ya que muchos de ellos sí que contienen PVC.

Lo cierto es que, actualmente, se sigue investigando sobre este proceso de adsorción de fármacos hidrófobos, como el diazepam o la nitroglicerina, por parte de los sistemas de administración. Por ejemplo, este estudio de 2016 (http://bit.ly/2BD3j86) concluye que los tubos basados en PVC y poliuretano mostraron una alta adsorción de diazepam, mientras que los tubos basados en poliolefinas (como el polietileno o el polipropileno) administraron más del 90% del diazepam.

* Vale. Si lo ponemos en inyección intravenosa o administración intermitente, ¿alguna precaución especial?*

- Debe administrarse en vasos de calibre grueso, ya que puede provocar flebitis e irritación en el lugar de la inyección.
- Siempre se debe aplicar muuuy lentamente (aproximadamente 0,5‑1 ml por minuto). Una administración excesivamente rápida puede conducir a una apnea (de hecho aconsejan disponer de asistencia respiratoria en el caso de administración IV). También puede provocar cambios vasculares en administraciones rápidas, así que ya sabéis… #SlowNursing 😉

Esperamos haberte ayudado, María. Nos encanta repasar todas esas cosas que hacemos en el día a día.

Una vez se accede al reservorio del Port-a-Cath (Dispositivo de Acceso Venoso Totalmente Implantable [DAVTI]) mediante aguja tipo gripper ¿Es necesario sellar con heparina si va ser usado 2 veces al día? ¿Y si es solamente una vez al día? ¿Es correcto el lavado con suero salino por turno?

Esta pregunta está referida a mantener la permeabilidad del catéter y no de eliminar obstrucciones (que sería otra pregunta a resolver). Veamos los factores que entran en juego:

***La frecuencia

Los lavados se deben dar después de cada acceso (1), con una jeringa que como mínimo sea de 10cc para evitar la rotura del catéter (1-4). No obstante existen GPC que recomiendan lavarlo antes y después del acceso (4).

En caso de no estar activo se recomienda días alternos: “Para mantener la permeabilidad de los puertos subcutáneos que no están en uso activo, se recomienda un lavado cuatro veces por semana [III, C]” (1)

***La técnica de los lavados

En el artículo que nos envió Danny (junto con las preguntas), comparaban:

-lavados de 10 pulsaciones (o emboladas) de 1 ml cada una, con una pausa de medio segundo entre ellas (recomiendan 0,4 seg para ser más concretos) (3,4)
-perfusión continua de 500cc de suero fisiológico (NaCl 0,9 %) (3)

y concluían que era más eficaz la primera opción. No obstante, no se han hallado ensayos clínicos aleatorizados que sostengan la recomendación.

Con respectos a la técnica también se recomienda que “siempre se debe tener cuidado para mantener la permeabilidad usando un método de lavado pulsátil y manteniendo una presión positiva mientras se retira la jeringa al final del enjuague para evitar el reflujo de sangre” (2,4).

***¿Pero con qué volumen de suero lavamos?

En el trabajo de Bishop se diferencia entre:

-DAVTI sin válvula: 10 ml de solución salina al 0,9 % ± 5 ml de solución salina heparinizada (10 U/ml)
-DAVTI con válvula 10 ml de solución salina al 0.9 % para enjuagar. No se requiere heparina en este caso.

En todo caso, se recomienda verificar las pautas que proporcione el fabricante (2).

Por otro lado, el Royal College of Nursing en su GPC "Estándares para la terapias de infusión", no diferencia entre DAVTI con o sin válvula y utiliza siempre salino. No describe los volúmenes concretos de suero salino, pero recomienda que “El volumen de la solución de lavado puede variar según el paciente, dispositivo, tamaño del catéter y naturaleza y tipo de infusión / medicamento. Un mínimo es al menos el doble del volumen del catéter” (4).

En este sentido, el artículo que nos pasó Danny es muy interesante ya que referencia artículos sobre la efectividad del lavado con diferentes volúmenes. Concluye que en el caso de sangre, soluciones lipídicas o densas con 10 ml de suero salino no es suficiente para limpiar todo el circuito. Además, nos ofrece tablas para escoger el volumen de lavado adecuado en función de los diámetros de las líneas del dispositivo que estamos utilizando (3).

Es, francamente, un artículo interesante para su lectura, aunque a priori nosotros recomendamos las indicaciones de la GPC (por tener un nivel de confianza superior).

***Para terminar

Ante cualquier situación de uso de dispositivos médicos (como es el caso) nosotros siempre sugerimos que se sigan las recomendaciones del fabricante. Es lo que, a pesar de lo expuesto, recomiendan todos los estudios.

Gracias a Danny Garcia por su pregunta y por el artículo compartido.


***Bibliografía

1. Sousa B, Furlanetto J, Hutka M, Gouveia P, Wuerstlein R, Mariz JM, et al. Central venous access in oncology: ESMO Clinical Practice Guidelines. Ann Oncol. 2015;26(January):v152–68.
2. Bishop L, Dougherty L, Bodenham A, Mansi J, Crowe P, Kibbler C, et al. Guidelines on the insertion and management of central venous access devices in adults. Int J Lab Hematol. 2007;29(4):261–78.
3. Goossens GA. Flushing and Locking of Venous Catheters: Available Evidence and Evidence Deficit. Nurs Res Pract [Internet]. 2015;2015:1–12. Available from: http://www.hindawi.com/journals/nrp/2015/985686/
4. The Royal College of Nursing IV Therapy Forum. Standards for in

fusion therapy, 4th ed. 2016;(November):102. Available from: http://ivtherapyathome.heartofengland.nhs.uk/wp-content/uploads/2013/05/RCN-Guidlines-for-IV-therapy.pdf